Od próbki do sekwencji: technologie badań mikrobiomu
Jakość wyniku zależy najpierw od pobrania i zabezpieczenia próbki, a dopiero później od technologii sekwencjonowania. Błędów popełnionych na tym etapie zwykle nie da się naprawić w analizie, dlatego laboratoria stosują standaryzowane procedury pobierania, transportu i przechowywania materiału.
W większości testów wykorzystuje się próbki kału, ponieważ odzwierciedlają one społeczności mikrobiologiczne obecne w świetle jelita. Biopsje błony śluzowej, aspiraty i wymazy dostarczają innych informacji i są stosowane głównie w badaniach oraz diagnostyce specjalistycznej.
Po pobraniu skład mikrobiomu zaczyna się zmieniać: jedne bakterie się namnażają, inne ulegają lizie. Dlatego stosuje się bufory stabilizujące, które hamują aktywność enzymów i chronią DNA oraz RNA. Najczęstsze strategie to:
- natychmiastowe zamrożenie,
- bufory umożliwiające transport w temperaturze pokojowej,
- suszenie próbki lub utrwalanie na kartach filtracyjnych w wybranych zastosowaniach.
Sekwencjonowanie genu 16S rRNA
Metoda polega na amplifikacji i odczytaniu konserwatywnego genu bakteryjnego, który zawiera zarówno regiony stałe, jak i zmienne. Pozwala:
- określić skład i różnorodność bakterii na poziomie rodzaju, a często także gatunku,
- porównywać duże grupy próbek w badaniach populacyjnych,
- uzyskać wynik szybciej i taniej niż w przypadku metagenomiki shotgun.
Ograniczenia: wynik bywa mało precyzyjny dla blisko spokrewnionych gatunków i szczepów, nie obejmuje organizmów innych niż bakterie i nie pokazuje bezpośrednio potencjału funkcjonalnego mikrobiomu.
Sekwencjonowanie qPCR
W niektórych zastosowaniach wykorzystuje się ilościową reakcję łańcuchową polimerazy (qPCR). Zamiast opisywać całą społeczność, metoda ta mierzy stężenie wcześniej wybranych grup mikroorganizmów lub konkretnych genów. qPCR jest szybka, ilościowa i stosunkowo tania, ale wymaga z góry określenia, czego się szuka.
- Zalety: szybkość, ilościowe wyniki, niższy koszt, dobre narzędzie do potwierdzania wyników sekwencjonowania.
- Ograniczenia: brak informacji o nieznanych i nieoczekiwanych mikroorganizmach, zależność od użytych starterów, ograniczony obraz całości.
Metagenomika shotgun
Metagenomika shotgun odczytuje cały materiał genetyczny wyizolowany z próbki, bez amplifikacji wybranego genu. Daje:
- informację o bakteriach, archeonach, grzybach, wirusach i pasożytach,
- wgląd w geny i szlaki metaboliczne,
- możliwość analizy na poziomie szczepów i rekonstrukcji genomów.
Ceną tej dokładności jest wyższy koszt, większa złożoność analizy i konieczność odfiltrowania DNA pochodzenia ludzkiego. Metagenomika shotgun bywa też nazywana metagenomiką całego genomu, choć nie należy jej mylić z sekwencjonowaniem całego genomu człowieka.
16S rRNA czy metagenomika shotgun
- Zakres organizmów: 16S obejmuje praktycznie tylko bakterie, shotgun także archeony, grzyby i wirusy.
- Rozdzielczość: 16S zwykle rodzaj lub gatunek, shotgun często gatunek i szczep.
- Informacja funkcjonalna: w 16S wnioskowana pośrednio, w shotgun odczytywana z genów.
- Koszt i czas: 16S niższy, shotgun wyższy.
- Typowe zastosowanie: 16S w dużych badaniach przesiewowych, shotgun w analizach wymagających szczegółowości.
Inaczej mówiąc, 16S rRNA odpowiada na pytanie, kto jest obecny, a metagenomika shotgun pomaga ustalić, co ten mikrobiom potrafi.
Poza DNA: RNA, białka i metabolity
DNA pokazuje potencjał mikrobiomu, ale nie jego bieżącą aktywność. Dlatego analizy uzupełnia się o:
- metatranskryptomikę, czyli sekwencjonowanie RNA i ocenę ekspresji genów,
- proteomikę, czyli badanie obecnych białek i enzymów,
- metabolomikę, czyli pomiar substancji takich jak kwasy tłuszczowe czy kwasy żółciowe.
Łączenie tych warstw lepiej wiąże skład mikrobiomu z jego działaniem, ale zwiększa koszt i wymagania analityczne.
Platformy sekwencjonowania
- Technologie krótkich odczytów, na przykład platformy Illumina, oferują wysoką dokładność i dużą przepustowość, dlatego dominują w rutynowym profilowaniu.
- Technologie długich odczytów, takie jak Oxford Nanopore i PacBio, ułatwiają składanie genomów, wykrywanie zmian strukturalnych i przypisywanie genów do konkretnych szczepów.
W większości zastosowań klinicznych i konsumenckich stosuje się sprawdzone sekwencjonowanie krótkich odczytów, uzupełniane długimi odczytami tam, gdzie potrzebna jest rozdzielczość na poziomie szczepów.